CHAPITRE II : Matériels et méthodes
44
mélanges réactionnels sont agités et portés à l’obscurité pour la deuxième fois pendant 30
minutes à température ambiante. L’absorbance est mesurée à 600 nm grâce à un
spectrophotomètre UV contre un blanc. Dans les mêmes conditions, on effectue une gamme
étalon avec un polyphénol témoin (l’acide gallique) à différentes concentrations. La
concentration des polyphénols totaux est calculée à partir de l’équation de régression de la
gamme d’étalonnage établie avec l’acide gallique et elle est exprimée en μg d’équivalent d’acide
gallique par milligramme d’extrait (μg EAG/mg d’extrait).
II.3.3. Le screening (criblage) phytochimique :
Cette caractérisation réalisée selon la méthode de Danton, (2017) nous a permet de détecter la
présence des différentes familles de métabolites secondaires (tannins, flavonoïdes, coumarines,
quinones et les anthraquinones) existant dans l’algue étudiée par les différents tests des réactions
qualitatives de caractérisation. Ces réactions sont basées sur des phénomènes de précipitation ou
de coloration par des réactifs spécifiques à chaque famille de composés ainsi que des examens en
lumière ultraviolette.
II.3.3.1. Préparation des extraits :
L’extrait végétal hydro-alcoolique (A) :
Dans un dessiccateur on fait macérer, à température ambiante, 10 g du matériel végétal dans
100ml de mélange méthanol-eau (70/30) pendant 24 heures, l’extrait est ensuite récupéré par
filtration.
L’extrait éthérique (E) :
Dans un erlenmeyer on fait macérer, 10g du matériel végétal dans 100 ml d’éther de pétrole
pendant 10 minutes. L’extrait est récupéré par filtration sur du papier Whatman.
L’extrait chloroformique (C) :
On introduit 10 g du matériel végétal dans un erlenmeyer auquel, on ajouter 100 ml de
chloroforme. Laisser reposer pendant 10 minutes puis filtrer le mélange à l’aide d’un papier
Whatman et récupérer l’extrait.
L’extrait végétal de l’acide sulfurique :
On met 0,2 g de matériel végétal dans un erlenmeyer, on ajoute 10 ml d’acide sulfurique sous
agitation pendant 2 minutes, l’extrait est ensuite récupéré par filtration.
44
mélanges réactionnels sont agités et portés à l’obscurité pour la deuxième fois pendant 30
minutes à température ambiante. L’absorbance est mesurée à 600 nm grâce à un
spectrophotomètre UV contre un blanc. Dans les mêmes conditions, on effectue une gamme
étalon avec un polyphénol témoin (l’acide gallique) à différentes concentrations. La
concentration des polyphénols totaux est calculée à partir de l’équation de régression de la
gamme d’étalonnage établie avec l’acide gallique et elle est exprimée en μg d’équivalent d’acide
gallique par milligramme d’extrait (μg EAG/mg d’extrait).
II.3.3. Le screening (criblage) phytochimique :
Cette caractérisation réalisée selon la méthode de Danton, (2017) nous a permet de détecter la
présence des différentes familles de métabolites secondaires (tannins, flavonoïdes, coumarines,
quinones et les anthraquinones) existant dans l’algue étudiée par les différents tests des réactions
qualitatives de caractérisation. Ces réactions sont basées sur des phénomènes de précipitation ou
de coloration par des réactifs spécifiques à chaque famille de composés ainsi que des examens en
lumière ultraviolette.
II.3.3.1. Préparation des extraits :
L’extrait végétal hydro-alcoolique (A) :
Dans un dessiccateur on fait macérer, à température ambiante, 10 g du matériel végétal dans
100ml de mélange méthanol-eau (70/30) pendant 24 heures, l’extrait est ensuite récupéré par
filtration.
L’extrait éthérique (E) :
Dans un erlenmeyer on fait macérer, 10g du matériel végétal dans 100 ml d’éther de pétrole
pendant 10 minutes. L’extrait est récupéré par filtration sur du papier Whatman.
L’extrait chloroformique (C) :
On introduit 10 g du matériel végétal dans un erlenmeyer auquel, on ajouter 100 ml de
chloroforme. Laisser reposer pendant 10 minutes puis filtrer le mélange à l’aide d’un papier
Whatman et récupérer l’extrait.
L’extrait végétal de l’acide sulfurique :
On met 0,2 g de matériel végétal dans un erlenmeyer, on ajoute 10 ml d’acide sulfurique sous
agitation pendant 2 minutes, l’extrait est ensuite récupéré par filtration.