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CINÉTIQUE ENZYMATIQUE
égaux. Si un large excès de A non marqué est ajouté à un tel mélange à l'équilibre,
la réaction résultante de A vers P perturbera l'équilibre entre E et E', de telle façon
qu'à la limite E disparaît entièrement du mélange réactionnel, ne laissant aucune
forme d'enzyme capable de réagir avec A*, alors que E' reste disponible pour réagir
avec P*. Ainsi, la seule direction possible pour la réaction marquée est de P* vers
A*. Il s'ensuit alors, que si l'isomérisation de l'enzyme survient comme dans l'équation [7.14], modifier le système avec un réactif non-marqué déplacera la réaction
entre réactifs marqués de l'équilibre dans une direction opposée à celle dont il
déplacera la réaction entre réactifs non-marqués. Une analyse similaire d'un mécanisme de MICHAELIS et MENTEN à deux étapes sans isomérisation de l'enzyme ne
présente pas un tel effet, parce que A et P réagissent avec la même forme d'enzyme
libre, et qu'aucun équilibre entre des formes différentes de l'enzyme ne peut être
perturbé. Dans ce cas, l'addition de réactifs non-marqués n'a aucun effet sur
l'équilibre entre réactifs marqués.
Dans des cas plus complexes, l'isomérisation de l'enzyme peut provoquer un
déplacement de la réaction entre réactifs marqués dans la même direction que la
réaction entre réactifs non-marqués. Nous avons tacitement supposé dans la
discussion des réactions d'isomérisation que le produit P résulte du réarrangement
des atomes du substrat A en une structure différente. Cela n'est pas obligatoirement
le cas, et cela n'est même pas probable. Avec une mutase, par exemple, E et E'
peuvent représenter des phosphoenzymes différents, de sorte que le complexe
enzyme-substrat est un biphosphate où le groupe phosphoryle qui apparaît sur P
provient de E et non de A. Le transfert d'un groupe phosphoryle marqué de A
nécessite deux cycles catalytiques, de A vers E' au cours du premier cycle, et de E
vers P au cours du second. Puisque le second cycle nécessite la participation de A
non-marqué, le processus en entier peut uniquement se dérouler dans la même
direction que la réaction entre réactifs non-marqués, quoique très lentement, à
cause du manque de E pour réagir avec A*. Il s'ensuit que si une expérience de
perturbation par un traceur est réalisée en utilisant du
32 P comme marqueur, il y
aura une perturbation faible dans la direction de la réaction non marquée, alors que
si le même système est étudié en utilisant du
14 C ou du
3 H, il y aura une
perturbation plus importante dans la direction opposée. La phosphoglucomutase du
muscle de lapin se comporte exactement en accord avec ces prédictions (BRITTON
et CLARKE, 1976.)
Plus récemment, la méthode de perturbation par un traceur a été utilisée dans
des études détaillées des cinétiques de la proline racémase (FISHER, ALBERY et
KNOWLES, 1986) et de la triose-phosphate isomérase (RAINES et KNOWLES,1987) ;
encore une fois, les résultats constituent une preuve d'un effet important de
l'isomérisation de l'enzyme sur la cinétique de la réaction.
CINÉTIQUE ENZYMATIQUE
égaux. Si un large excès de A non marqué est ajouté à un tel mélange à l'équilibre,
la réaction résultante de A vers P perturbera l'équilibre entre E et E', de telle façon
qu'à la limite E disparaît entièrement du mélange réactionnel, ne laissant aucune
forme d'enzyme capable de réagir avec A*, alors que E' reste disponible pour réagir
avec P*. Ainsi, la seule direction possible pour la réaction marquée est de P* vers
A*. Il s'ensuit alors, que si l'isomérisation de l'enzyme survient comme dans l'équation [7.14], modifier le système avec un réactif non-marqué déplacera la réaction
entre réactifs marqués de l'équilibre dans une direction opposée à celle dont il
déplacera la réaction entre réactifs non-marqués. Une analyse similaire d'un mécanisme de MICHAELIS et MENTEN à deux étapes sans isomérisation de l'enzyme ne
présente pas un tel effet, parce que A et P réagissent avec la même forme d'enzyme
libre, et qu'aucun équilibre entre des formes différentes de l'enzyme ne peut être
perturbé. Dans ce cas, l'addition de réactifs non-marqués n'a aucun effet sur
l'équilibre entre réactifs marqués.
Dans des cas plus complexes, l'isomérisation de l'enzyme peut provoquer un
déplacement de la réaction entre réactifs marqués dans la même direction que la
réaction entre réactifs non-marqués. Nous avons tacitement supposé dans la
discussion des réactions d'isomérisation que le produit P résulte du réarrangement
des atomes du substrat A en une structure différente. Cela n'est pas obligatoirement
le cas, et cela n'est même pas probable. Avec une mutase, par exemple, E et E'
peuvent représenter des phosphoenzymes différents, de sorte que le complexe
enzyme-substrat est un biphosphate où le groupe phosphoryle qui apparaît sur P
provient de E et non de A. Le transfert d'un groupe phosphoryle marqué de A
nécessite deux cycles catalytiques, de A vers E' au cours du premier cycle, et de E
vers P au cours du second. Puisque le second cycle nécessite la participation de A
non-marqué, le processus en entier peut uniquement se dérouler dans la même
direction que la réaction entre réactifs non-marqués, quoique très lentement, à
cause du manque de E pour réagir avec A*. Il s'ensuit que si une expérience de
perturbation par un traceur est réalisée en utilisant du
32 P comme marqueur, il y
aura une perturbation faible dans la direction de la réaction non marquée, alors que
si le même système est étudié en utilisant du
14 C ou du
3 H, il y aura une
perturbation plus importante dans la direction opposée. La phosphoglucomutase du
muscle de lapin se comporte exactement en accord avec ces prédictions (BRITTON
et CLARKE, 1976.)
Plus récemment, la méthode de perturbation par un traceur a été utilisée dans
des études détaillées des cinétiques de la proline racémase (FISHER, ALBERY et
KNOWLES, 1986) et de la triose-phosphate isomérase (RAINES et KNOWLES,1987) ;
encore une fois, les résultats constituent une preuve d'un effet important de
l'isomérisation de l'enzyme sur la cinétique de la réaction.