Production primaire
L’incubation destinée à la mesure de la production primaire se fait en incubateur thermiostaté, à la lumière artificielle type «lumière du jour» fournissant environ 15 000 lux aux
échantillons. Ceux-ci, selon la méthode mise au point par Steeman-Nielsen en 1952 et
reprise par Brouardel et Rinck (1963), sont inoculés avec une quantité connue de bicarbonate de sodium marqué, et mis à incuber durant 4 heures. Après filtration, les filtres sont
dissous dans du Lumagel (Lumac*) et leur radioactivité comptée durant 10 minutes en
scintillation liquide sur un appareil LKB rack beta.
Phytoplancton
Les dénombrements micro et nanoplanctoniques se font par sédimentation en contraste
de phase, grâce à un microscope inversé Leitz-Diavert, au grossissement 312 X pour le
microplancton et 500 X pour le nanoplancton.
A ctivité hétérotrophe
Des fractions de 100 ml d’eau de mer sont additionnées de 1, 5, 10, 15, 20/rg/l de glucose
partiellement marqué au
14 C. Une série parallèle, traitée au chlorure mercurique, (1 ppm
15 minutes) sert de témoin. La radioactivité initiale est mesurée par scintillation liquide.
Les flacons hermétiquement fermés sont incubés à l’obscurité à la température du site de
façon à obtenir une absorption dans les cellules bactériennes d’environ 1 à 10 % de la
radioactivité introduite dans l’eau. L’absorption est arrêtée par injection de 0,5 ml
d’H 2SO4 IN. Le gaz carbonique respiré est recueilli par bullage (30 minutes) dans des
flacons à scintillation (0,5 ml phénéthylamine + 9 ml Lipoluma* + Lumasolve*).
L’eau acidifiée est filtrée et la radioactivité incorporée est mesurée après dissolution de la
membrane dans 10 ml de milieu pour scintillation (Kennedy, 1969). La vitesse maximale
d’absorption (Vm) est calculée selon la méthode de Wright et Hobbie(1965).
Germes totaux en épifluorescence
Pour l’essentiel, la méthode utilisée a été décrite par Daley et Hobbie (1975). L’eau à
analyser est filtrée sur membrane Nuclépore 0,2 /mt préalablement teintée en noir à
l’Irgalan Black BGL. Cinq millilitres d’une solution d’acridine orange au 1/30 000 en
tampon phosphate (0,1 M, pH 7,4) sont utilisés pour colorer les cellules bactériennes
retenues sur la membrane. Après 5 minutes, l’excès d’acridine est éliminé par filtration, et
la membrane ainsi colorée est déposée sur une boîte de Pétri remplie du même tampon
gélosé à 12 g/ let examinée en épifluorescence en immersion (microscope Leitz Orthoplan ;
lampe HBO220 W ; filtres d’excitation BG12 + BG38 ; filtre dichroïque TK 495 nm ; filtre
d’arrêt K 510 nm).
Le comptage est effectué sur 20 champs, suivant deux diamètres croisés et porte sur 200
bactéries au minimum.
Mesures de la toxicité pour les bactéries
La première méthode utilisée est celle de Kogure et al., (1979) : les échantillons d’eau de
mer sont incubés à 20°C à l’obscurité en présence d’extrait de levure (0,025 %) et d’acide
nalidixique (0,002 %). L’addition d’extrait de levure permet la reprise de la croissance des
bactéries «actives», mais leur division cellulaire est inhibée par l’acide nalidixique et on
observe l’apparition de cellules allongées et de grande taille facilement reconnaissables.
Des gammes de concentrations croissantes du toxique à étudier sont préparées avec de
l’eau de mer à laquelle on vient d’ajouter l’extrait de levure et l’acide nalidixique. Ces
gammes, avec des témoins sans toxique, sont mises en incubation comme ci-dessus pour
détermination du nombre de germes «actifs». On arrête l’incubation d’une gamme chaque
heure à partir de la sixième heure, par addition de 2 ml de formol à 37 % pour 100 ml d’eau
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L’incubation destinée à la mesure de la production primaire se fait en incubateur thermiostaté, à la lumière artificielle type «lumière du jour» fournissant environ 15 000 lux aux
échantillons. Ceux-ci, selon la méthode mise au point par Steeman-Nielsen en 1952 et
reprise par Brouardel et Rinck (1963), sont inoculés avec une quantité connue de bicarbonate de sodium marqué, et mis à incuber durant 4 heures. Après filtration, les filtres sont
dissous dans du Lumagel (Lumac*) et leur radioactivité comptée durant 10 minutes en
scintillation liquide sur un appareil LKB rack beta.
Phytoplancton
Les dénombrements micro et nanoplanctoniques se font par sédimentation en contraste
de phase, grâce à un microscope inversé Leitz-Diavert, au grossissement 312 X pour le
microplancton et 500 X pour le nanoplancton.
A ctivité hétérotrophe
Des fractions de 100 ml d’eau de mer sont additionnées de 1, 5, 10, 15, 20/rg/l de glucose
partiellement marqué au
14 C. Une série parallèle, traitée au chlorure mercurique, (1 ppm
15 minutes) sert de témoin. La radioactivité initiale est mesurée par scintillation liquide.
Les flacons hermétiquement fermés sont incubés à l’obscurité à la température du site de
façon à obtenir une absorption dans les cellules bactériennes d’environ 1 à 10 % de la
radioactivité introduite dans l’eau. L’absorption est arrêtée par injection de 0,5 ml
d’H 2SO4 IN. Le gaz carbonique respiré est recueilli par bullage (30 minutes) dans des
flacons à scintillation (0,5 ml phénéthylamine + 9 ml Lipoluma* + Lumasolve*).
L’eau acidifiée est filtrée et la radioactivité incorporée est mesurée après dissolution de la
membrane dans 10 ml de milieu pour scintillation (Kennedy, 1969). La vitesse maximale
d’absorption (Vm) est calculée selon la méthode de Wright et Hobbie(1965).
Germes totaux en épifluorescence
Pour l’essentiel, la méthode utilisée a été décrite par Daley et Hobbie (1975). L’eau à
analyser est filtrée sur membrane Nuclépore 0,2 /mt préalablement teintée en noir à
l’Irgalan Black BGL. Cinq millilitres d’une solution d’acridine orange au 1/30 000 en
tampon phosphate (0,1 M, pH 7,4) sont utilisés pour colorer les cellules bactériennes
retenues sur la membrane. Après 5 minutes, l’excès d’acridine est éliminé par filtration, et
la membrane ainsi colorée est déposée sur une boîte de Pétri remplie du même tampon
gélosé à 12 g/ let examinée en épifluorescence en immersion (microscope Leitz Orthoplan ;
lampe HBO220 W ; filtres d’excitation BG12 + BG38 ; filtre dichroïque TK 495 nm ; filtre
d’arrêt K 510 nm).
Le comptage est effectué sur 20 champs, suivant deux diamètres croisés et porte sur 200
bactéries au minimum.
Mesures de la toxicité pour les bactéries
La première méthode utilisée est celle de Kogure et al., (1979) : les échantillons d’eau de
mer sont incubés à 20°C à l’obscurité en présence d’extrait de levure (0,025 %) et d’acide
nalidixique (0,002 %). L’addition d’extrait de levure permet la reprise de la croissance des
bactéries «actives», mais leur division cellulaire est inhibée par l’acide nalidixique et on
observe l’apparition de cellules allongées et de grande taille facilement reconnaissables.
Des gammes de concentrations croissantes du toxique à étudier sont préparées avec de
l’eau de mer à laquelle on vient d’ajouter l’extrait de levure et l’acide nalidixique. Ces
gammes, avec des témoins sans toxique, sont mises en incubation comme ci-dessus pour
détermination du nombre de germes «actifs». On arrête l’incubation d’une gamme chaque
heure à partir de la sixième heure, par addition de 2 ml de formol à 37 % pour 100 ml d’eau
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