Annexe 6
5. Recherche des endoparasites
L’inspection interne implique l’ouverture de la cavité abdominale et l’isolation des viscères. Une
première incision est pratiquée de l’isthme branchial le long de la ligne médiane vers l’anus. Une
seconde incision va de l’anus puis latéralement vers
la région céphalique, le long de la ligne latérale. La cavité abdominale peut montrer la présence
éventuelle d’endoparasites particulièrement des kystes de Protozoaires Myxobolidés, Ligula
intestinalis (Cestoda), ou parfois Anguillicolla crassus au niveau de la vessie gazeuse de
l’anguille.
Le tube digestif est isolé par deux sections, l’une au niveau du pharynx, l’autre au niveau rectal.
Une incision longitudinale permet d’examiner le contenu du tube digestif qui est partagé trois
parties. Chacune subit des dilutions successives jusqu’à l’obtention d’un dépôt clair, transparent
qui est observé sous loupe binoculaire soit directement dans la boite de Petri ou dans un verre de
montre.
Le tube digestif est sectionné en 3 parties : proximale à l’œsophage (30% de la longueur du tube
digestif), médiane (30%) et distale (40% restants). Chaque portion est isolée dans une boite de
Petri avec un peu d’eau pour un examen de la muqueuse intestinale sous loupe binoculaire. Les
organes annexes du tube digestif (vessie gazeuse, foie, reins) sont aussi isolés et examinés.
Les parasites métazoaires (Cestodes, Monogènes, Digènes, Acanthocéphales, Nématodes),
visibles à l’oeil nu, sont prélevés à l’aide d’une pipette Pasteur, d’une aiguille fine ou d’un
pinceau puis sont placés dans une boite de Pétri contenant de l’eau. Chaque boite de Petri est
recouverte puis placée au réfrigérateur pour une période de 06 h à 24 h pour relaxer les parasites.
Les acanthocéphales sont percés à l’aide d’une aiguille fine afin de faciliter la fixation, la
coloration et le montage.
Cette méthode de relaxation permet de provoquer une légère extension des Cestodes et surtout
induire chez les acanthocéphales l’extériorisation du proboscis dont les crochets sont un critère
de diagnose.
6. Fixation des parasites
Plusieurs travaux ont concerné les problèmes de variations morphologiques et de tailles des
helminthes induits par les fixateurs. La plupart de ces auteurs recommandent l’usage d’Acide
Acétique Glacial (AAG) ou des fixateurs conventionnels chauffés. L’utilisation du Glycérol
(Glycérine + éthanol) n’est pas partagée car elle provoque l’altération d’organes internes.
L’usage du Glycérol induit une transparence tissulaire. Cependant cette méthode oblige par la
suite une coloration si un montage est prévu dans du baume de Canada.
D’autre part le Lactophénol (mélange de Phénol, AAG, Glycérol et eau) est considéré comme
excellent pour la fixation des nématodes bien qu’il provoque une augmentation de leur longueur.
En fait, une fixation dans 10% de formaldéhyde ou d’éthanol 70° chauffés est préconisée alors
que l’utilisation de ces produits à l’état froid est déconseillée en raison de leurs effets
indésirables, dont l’extrême rigidité des tissus et la cassure des échantillons lors de
manipulations ultérieures.
De plus, les parasites fixés à froid subissent des distorsions et des contractions anatomiques
pouvant déformer les spécimens et les mensurations morphométriques sont grandement
influencées.
5. Recherche des endoparasites
L’inspection interne implique l’ouverture de la cavité abdominale et l’isolation des viscères. Une
première incision est pratiquée de l’isthme branchial le long de la ligne médiane vers l’anus. Une
seconde incision va de l’anus puis latéralement vers
la région céphalique, le long de la ligne latérale. La cavité abdominale peut montrer la présence
éventuelle d’endoparasites particulièrement des kystes de Protozoaires Myxobolidés, Ligula
intestinalis (Cestoda), ou parfois Anguillicolla crassus au niveau de la vessie gazeuse de
l’anguille.
Le tube digestif est isolé par deux sections, l’une au niveau du pharynx, l’autre au niveau rectal.
Une incision longitudinale permet d’examiner le contenu du tube digestif qui est partagé trois
parties. Chacune subit des dilutions successives jusqu’à l’obtention d’un dépôt clair, transparent
qui est observé sous loupe binoculaire soit directement dans la boite de Petri ou dans un verre de
montre.
Le tube digestif est sectionné en 3 parties : proximale à l’œsophage (30% de la longueur du tube
digestif), médiane (30%) et distale (40% restants). Chaque portion est isolée dans une boite de
Petri avec un peu d’eau pour un examen de la muqueuse intestinale sous loupe binoculaire. Les
organes annexes du tube digestif (vessie gazeuse, foie, reins) sont aussi isolés et examinés.
Les parasites métazoaires (Cestodes, Monogènes, Digènes, Acanthocéphales, Nématodes),
visibles à l’oeil nu, sont prélevés à l’aide d’une pipette Pasteur, d’une aiguille fine ou d’un
pinceau puis sont placés dans une boite de Pétri contenant de l’eau. Chaque boite de Petri est
recouverte puis placée au réfrigérateur pour une période de 06 h à 24 h pour relaxer les parasites.
Les acanthocéphales sont percés à l’aide d’une aiguille fine afin de faciliter la fixation, la
coloration et le montage.
Cette méthode de relaxation permet de provoquer une légère extension des Cestodes et surtout
induire chez les acanthocéphales l’extériorisation du proboscis dont les crochets sont un critère
de diagnose.
6. Fixation des parasites
Plusieurs travaux ont concerné les problèmes de variations morphologiques et de tailles des
helminthes induits par les fixateurs. La plupart de ces auteurs recommandent l’usage d’Acide
Acétique Glacial (AAG) ou des fixateurs conventionnels chauffés. L’utilisation du Glycérol
(Glycérine + éthanol) n’est pas partagée car elle provoque l’altération d’organes internes.
L’usage du Glycérol induit une transparence tissulaire. Cependant cette méthode oblige par la
suite une coloration si un montage est prévu dans du baume de Canada.
D’autre part le Lactophénol (mélange de Phénol, AAG, Glycérol et eau) est considéré comme
excellent pour la fixation des nématodes bien qu’il provoque une augmentation de leur longueur.
En fait, une fixation dans 10% de formaldéhyde ou d’éthanol 70° chauffés est préconisée alors
que l’utilisation de ces produits à l’état froid est déconseillée en raison de leurs effets
indésirables, dont l’extrême rigidité des tissus et la cassure des échantillons lors de
manipulations ultérieures.
De plus, les parasites fixés à froid subissent des distorsions et des contractions anatomiques
pouvant déformer les spécimens et les mensurations morphométriques sont grandement
influencées.