Chapitre III
Matériel et méthodes
29
2.5. La chlorophylle « a »
La mesure des teneurs en chlorophylle a dans l'eau a pour but de quantifier la biomasse
phytoplanctonique.
Cet indicateur est particulièrement adapté pour avoir une idée globale des apports en
nutriments et mettre en œuvre une étude sur l’eutrophisation.
La mesure de la concentration en chlorophylle a, les phéopigments, est décrite selon deux
méthodes de mesure spectroscopiques: la spectrophotométrie et la fluorimétrie.
2.5.1 Principe de méthode spectrophotomètrique
L’échantillon est filtré après leur prélèvement et la filtration devra être réalisée à très faible
lumière. Les filtres subiront une extraction à l’acétone (90 %). La concentration de
chlorophylle a est déterminée en mesurant l’absorption de la lumière avant et après
acidification.
2.5.2 Matériel et appareillage
Dispositif de filtration et des filtres GF/F 0,7 μm de porosité.
Tubes de d’extraction de 10ml.
Centrifugeuse de marque SIGMA.
Spectrophotomètre fluorescence, modèle JASCO V-730.
Matériels courant de laboratoire.
2.5.3 Réactifs
Solvant d'extraction : acétone à 90%.
Solution d'acide chloridrique 0,3N.
2.5.3 Mode opératoire
2.5.3.1 Filtration et conservation
Dès le retour au laboratoire les échantillons sont homogénéiser et filtrés le plus rapidement
(figure 14.a)
Une fois la filtration terminée, le filtre est prélevé et plié en quatre à l’aide des pinces et
enrobé dans un papier d’aluminium préalablement étiqueté (figure 14. b, c) et placer au
congélateur.
2.5.3.2 Extraction des pigments
- Verser 5ml d’acétone à 90% dans le tube recouvert par papier aluminium puis introduire le
filtre et déchiqueter le filtre à l'aide d'une baguette.
- Rajouter 5ml et fermer le tube.
- Placer les tubes au réfrigérateur et laisser l'extraction acétonique se poursuivre une nuit.
2.5.3.3 Centrifugation et la mesure spectroscopique
Placer les tubes dans la centrifugeuse (figure 14.d)
Centrifuger 1 min, pour faire tomber les fibres de verres.
Centrifuger à nouveau 5 à 10 min a 3000-4000 tr/min (les tubes doivent rester boucher
pour éviter l’évaporation).
Matériel et méthodes
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2.5. La chlorophylle « a »
La mesure des teneurs en chlorophylle a dans l'eau a pour but de quantifier la biomasse
phytoplanctonique.
Cet indicateur est particulièrement adapté pour avoir une idée globale des apports en
nutriments et mettre en œuvre une étude sur l’eutrophisation.
La mesure de la concentration en chlorophylle a, les phéopigments, est décrite selon deux
méthodes de mesure spectroscopiques: la spectrophotométrie et la fluorimétrie.
2.5.1 Principe de méthode spectrophotomètrique
L’échantillon est filtré après leur prélèvement et la filtration devra être réalisée à très faible
lumière. Les filtres subiront une extraction à l’acétone (90 %). La concentration de
chlorophylle a est déterminée en mesurant l’absorption de la lumière avant et après
acidification.
2.5.2 Matériel et appareillage
Dispositif de filtration et des filtres GF/F 0,7 μm de porosité.
Tubes de d’extraction de 10ml.
Centrifugeuse de marque SIGMA.
Spectrophotomètre fluorescence, modèle JASCO V-730.
Matériels courant de laboratoire.
2.5.3 Réactifs
Solvant d'extraction : acétone à 90%.
Solution d'acide chloridrique 0,3N.
2.5.3 Mode opératoire
2.5.3.1 Filtration et conservation
Dès le retour au laboratoire les échantillons sont homogénéiser et filtrés le plus rapidement
(figure 14.a)
Une fois la filtration terminée, le filtre est prélevé et plié en quatre à l’aide des pinces et
enrobé dans un papier d’aluminium préalablement étiqueté (figure 14. b, c) et placer au
congélateur.
2.5.3.2 Extraction des pigments
- Verser 5ml d’acétone à 90% dans le tube recouvert par papier aluminium puis introduire le
filtre et déchiqueter le filtre à l'aide d'une baguette.
- Rajouter 5ml et fermer le tube.
- Placer les tubes au réfrigérateur et laisser l'extraction acétonique se poursuivre une nuit.
2.5.3.3 Centrifugation et la mesure spectroscopique
Placer les tubes dans la centrifugeuse (figure 14.d)
Centrifuger 1 min, pour faire tomber les fibres de verres.
Centrifuger à nouveau 5 à 10 min a 3000-4000 tr/min (les tubes doivent rester boucher
pour éviter l’évaporation).