Matériels et méthodes
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aérobies (excluant les cyanobactéries); toutes les algues d’ailleurs en contiennent. Le contenu
cellulaire en chlorophylle a est de 1 à 2 % en poids sec.
3-2- Protocole d’analyse :
3-2-1-Préparation des filtres :
Après filtration d’un volume d’eau de mer (230ml) de chaque échantillon pour concentrer le matériel
particulière à l’aide d’une pompe sous vide et un système de filtration (sur chaque filtre MgCO3).
Après filtration mettre les filtres un papier aluminium pour garder les filtres à l’ abri de la lumière et
mettre les au congélateur.
3-2-2- Mode opératoire :
La concentration en chlorophylle a été déterminée selon la méthode fluor-métrique de Yenstch et
Menzel (1963) adaptée par Holm-Hansen et Rieman (1978) pour l'extraction des pigments à l'aide du
méthanol. Le protocole utilisé au cours de la campagne a été décrit par Herbland et al. (1985).
Les échantillons d'eau de mer (230 ml) prélevés sur les bouteilles Miskin de la rosette sont filtrés sur
un filtre en fibre de verre Whatman gf/f de diamètre 25 mm. La dépression utilisée est toujours
inférieure à 100 mm Hg. Immédiatement après la filtration, le filtre est placé dans un tube contenant (7
ml) de méthanol pur. La teneur en eau résiduelle du filtre étant de 0.19 ml, l'extraction s'effectue dans
7 ml de méthanol à 97%. Le tube est ensuite bouché et placé dans un réfrigérateur (5°C) pour une
période d'extraction de 30 minutes. Après ce délai la fluorescence de l'échantillon est mesurée sur un
fluorimètre Turner designs 10.005R équipé d'un Kit pour la détermination de la chlorophylle a (lampe
F4T4BL, Filtre primaire Corning 5-60, filtre secondaire Corning 2-60). (Raimbault & Boudjallal,
1997).
La technique d'acidification permettant de déterminer la part des phéopigments a été utilisée. Mais en
présence de chlorophylle b dans l'échantillon cette technique entraîne une sous-estimation des teneurs
en chlorophylle a. Les résultats fournis ne concernent donc que la chlorophylle a calculée d'après la
formule suivante qui néglige la présence des phéopigments:
Après décongélation, mettre les filtres dans des tubes en verre de 15ml et ajouter 7ml de Méthanol
(extraction).
• Envelopper les filtres avec papier d’aluminium pour garder les filtres à l’abri de la lumière.
• Mettre les tubes dans le bac d’ultra-son pendant 20min.
• Mettre les tubes dans la centrifugeuse (centrifuger 4000-5000 tr/min pendent 20 min).
• Pacser chaque tube à le fluorimétré (quantité de 7ml de chaque échantillons).
Les calculs et l’expression des résultats de la chlorophylle :
CHL = F 0 /K 0 x v/V
F 0 : valeur de fluorescence.
K 0 : est le coefficient d'étalonnage établie avec de la chlorophylle a pure (Sigma C5753).
V : le volume filtré (230ml).
v : est le volume d'extraction (7ml).
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aérobies (excluant les cyanobactéries); toutes les algues d’ailleurs en contiennent. Le contenu
cellulaire en chlorophylle a est de 1 à 2 % en poids sec.
3-2- Protocole d’analyse :
3-2-1-Préparation des filtres :
Après filtration d’un volume d’eau de mer (230ml) de chaque échantillon pour concentrer le matériel
particulière à l’aide d’une pompe sous vide et un système de filtration (sur chaque filtre MgCO3).
Après filtration mettre les filtres un papier aluminium pour garder les filtres à l’ abri de la lumière et
mettre les au congélateur.
3-2-2- Mode opératoire :
La concentration en chlorophylle a été déterminée selon la méthode fluor-métrique de Yenstch et
Menzel (1963) adaptée par Holm-Hansen et Rieman (1978) pour l'extraction des pigments à l'aide du
méthanol. Le protocole utilisé au cours de la campagne a été décrit par Herbland et al. (1985).
Les échantillons d'eau de mer (230 ml) prélevés sur les bouteilles Miskin de la rosette sont filtrés sur
un filtre en fibre de verre Whatman gf/f de diamètre 25 mm. La dépression utilisée est toujours
inférieure à 100 mm Hg. Immédiatement après la filtration, le filtre est placé dans un tube contenant (7
ml) de méthanol pur. La teneur en eau résiduelle du filtre étant de 0.19 ml, l'extraction s'effectue dans
7 ml de méthanol à 97%. Le tube est ensuite bouché et placé dans un réfrigérateur (5°C) pour une
période d'extraction de 30 minutes. Après ce délai la fluorescence de l'échantillon est mesurée sur un
fluorimètre Turner designs 10.005R équipé d'un Kit pour la détermination de la chlorophylle a (lampe
F4T4BL, Filtre primaire Corning 5-60, filtre secondaire Corning 2-60). (Raimbault & Boudjallal,
1997).
La technique d'acidification permettant de déterminer la part des phéopigments a été utilisée. Mais en
présence de chlorophylle b dans l'échantillon cette technique entraîne une sous-estimation des teneurs
en chlorophylle a. Les résultats fournis ne concernent donc que la chlorophylle a calculée d'après la
formule suivante qui néglige la présence des phéopigments:
Après décongélation, mettre les filtres dans des tubes en verre de 15ml et ajouter 7ml de Méthanol
(extraction).
• Envelopper les filtres avec papier d’aluminium pour garder les filtres à l’abri de la lumière.
• Mettre les tubes dans le bac d’ultra-son pendant 20min.
• Mettre les tubes dans la centrifugeuse (centrifuger 4000-5000 tr/min pendent 20 min).
• Pacser chaque tube à le fluorimétré (quantité de 7ml de chaque échantillons).
Les calculs et l’expression des résultats de la chlorophylle :
CHL = F 0 /K 0 x v/V
F 0 : valeur de fluorescence.
K 0 : est le coefficient d'étalonnage établie avec de la chlorophylle a pure (Sigma C5753).
V : le volume filtré (230ml).
v : est le volume d'extraction (7ml).